Proteinkristallografie:

Die Struktur von Proteinen läßt sich, unter anderem, mit intensiven Röntgenstrahlen analysieren. Diese hat gegenüber (den meisten) alternativen Methoden der Strukturaufklärung den Vorteil der höheren Auflösung, d.h. Detailgenauigkeit der Strukturen größerer Moleküle.

Dafür müssen die Proteine als Kristall vorliegen, dessen regelmässig angeordnete Gitterbausteine (eben diese Proteine) das Licht in charakteristischer Weise beugen (Formeln, Formeln, Formeln). Aus den Beugungsmustern kann man dann im Prinzip schließen, wie die einzelnen Atome im Molekül angeordnet sind (klingt das einfach). In vielen Fällen ist die Kristallisation der Proteine - insbesondere der Membran-Proteine - ein Glücksspiel.

So manches Protein oder auch Ribosom hat auch nach Jahr und Tag keine brauchbaren Kristalle geliefert ... mit bisweilen verheerenden Folgen für den unglücklichen Doktoranden ....

1. Produktion von Ribosomen

Um Kristalle von Ribosomalen Partikeln zu erhalten, muss man zuallererst einmal genügend von diesen Partikeln haben. Bakterien lassen sich relativ einfach in großen Mengen heranzüchten, was auch einer der Hauptgründe dafür ist, daß es bisher nur Modelle von Strukturen bakterieller Ribosomen bzw. ribosomaler Partikel gibt .

A: Anzüchten der Bakterien
B: Trennen der ribosomalen Partikel von den restlichen Zellbestandteilen

Die Anzucht geht relativ einfach, wachsen Bakterien doch bei geeigneten Bedingungen (z.B. Temperatur, Nährmittel, Licht/Dunkel) schnell zu einer großen Zahl heran.
Man braucht aber die Ribosomen, also zerstört man die Bakterien-Zelle (meistens mit Druck) und schüttet den Zellmatsch zusammen mit einer Zuckerlösung in eine große Zentrifuge. Bei sehr hoher Umdrehungszahl befinden sich die verschiedenen Zellbestandteile, je nach Gewicht, von der Mitte bis zum äusseren Rand des Zentrifugengefässes in der Zuckerlösung. Daher kommen auch die Bezeichnungen 30S, 50S und 70S. Sie geben die Sedimentationsgeschwindigkeit an (S=Svedberg-Koeffizient).
Läßt man die Zuckerlösung nun von Aussen nach Innen ab, ist es möglich vollständige Ribosomen oder die beiden Untereinheiten zu separieren, noch in Zuckerlösung.
Zum Schluss muß man nur noch die ribosomalen Partikel von der Zuckerlösung trennen und erhält das Ausgangsmaterial zur Kristallisation.


^top^

2. Kristallisation

Eine gängige Methode zur erzeugung von Protein- bzw. Ribosomen-Kristallen ist die 'Methode des hängenden Tropfens':

Bei einer konstanten Temperatur (z.B. 0, 4, 20, 37°C) hängt ein Tropfen mit Kristalisationslösung (5-10 μl ribosomale Partikel, Salze usw.) an einem Deckglas oberhalb eines Reservoirs (Präzipitant, 1ml). Silikon zwischen Deckglas und Gefäß sorgt für ein abgeschlossenes System. Eine gegenüber dem Tropfen deutlich höhere Konzentration von Alkoholen und Salzen im Reservoir , hat zur Folge, daß durch Danpfdiffusion der Konzentrationsgradient (Unterschied) zwischen Tropfen und Reservoir langsam ausgeglichen wird.

Dies wiederrum führt zu einer Übersättigung der Kristallisationslösung im Tropfen, welche sich in wenigen Stunden der auch erst nach Tagen durch ein Präzipitat andeutet.
Durch Einbringen von Impfkristallen (sehr kleine Kristalle ribosomaler Partikel) kann dem Tropfen Kristallisationskeime zufügen. Wenige Tage oder Wochen (je nach Art der Partikel) später ist die Kristallisation beendet und die Kristalle werden 'geerntet', d.h. in eine Stabilisationslösung überführt (in dieser ist das Wachstum als auch der Zerfall gestoppt und man kann die Kristalle für unbestimmte Zeit darin lagern).

( Auch hier kommt es natürlich auf genaue und fein abgestimmte Parameter der Lösungen an, sonst passiert gar nix, oder es wachsen wunderschöne Salzkristalle.)

Einige Beispiele von Kristallen ribosomaler Partikel:
50S: Haloarcular
marismortui

flache Plättchen
30S: Thermus
thermophilus

lange Nadeln
50S: Deinococcu
s radiodurans

halb-ovale 'Bonbons'

Leider sagt das Aussehen der Kristalle unter dem Mikroskop nichts über deren Streufähigkeit im Röntgenstrahl aus.
Spacefish:

Die Kristallisation führt manches Mal zu sehr merkwürdigen Ergebnissen. Dieser Fisch z.B. ist auf einer Spacelab Mission gewachsen.
(Foto von Niels Volkmann, ca. 1994)

Hat man also einmal eine exakte Prozedur zur Herstellung von Kristallen eines bestimmten ribosomalen Partikels ausgearbeitet, so kommt als nächstes die Verfeinerung oder Variation einzelner Schritte oder Parameter um die bestmögliche Streukraft und -Qualität der Kristalle zu erreichen.
Die enormen Schäden an der Kristallstruktur durch intensive Röntgenstrahlung lassen sich durch extreme Kühlung minimieren (siehe unten, 3b)
Dafür werden die Kristalle in sogenannte Kryolösungen eingelegt. Diese bestehen im Prinzip aus der Stabilitätslösung und einem Anteil von einem oder mehreren Kryoprotektoren. Diese dienen dazu die Bildung von (Wasser-) Eis-Kristallen in der den Kristall umgebenden Lösung zu verhindern. Diese Eiskristalle würden die vergleichbar fragile Struktur der Protein-(Ribosomen-) Kristalle zerstören.

^top^

3. Röngenstrukturanalyse

3a: Montage der Kristalle im Röntgenstrahl

Protein/Ribosom Kristalle sind im Gegensatz zu Salzkristallen, wie man sie so kennt, sehr fragil. Dies liegt zum einen daran, daß der Kristall selbst aus einem relativ großen, normalerweise zu einem gewissen Grad flexiblen Molekül aufgebaut ist. Zum anderen ist auch der Lösungsanteil bei Ribosomen-Kristallen mit 50-70% deutlich höher, d.h. die Dichte der gepackten Moleküle ist deutlich geringer.

Werden sonst Kristalle oftmals einfach auf einen Halter geklebt, so werden bei Protein-Kristallen hauptsächlich 3 Arten von Probenhaltern verwendet:

  1. Kapillaren, feine dünnwandige Quarzglasröhrchen, in denen der Kristall mitsamt ihn umgebender Lösung gesaugt wird. (industriell gefertigt)


  2. Loops, ein Haar (z.B. Katzenschnurrbarthaare, die sie ab und zu verlieren!!) wird zu einem Kreis gebogen und an einem Metallpin festgeklebt. (industriell (natürlich nicht die Katzenhaarversion) aus Kunsttoff gefertigt; oder auch selbstgebastelt, bei besonderen Anforderungen).
    Der Metallpin mit dem Loop am Ende wird in die, den Kristall enthaltene Lösung eingetaucht und dann versucht den Kristall von unten her im Loop zu halten und aus der Lösung zu 'fischen'. Dies funktioniert mit Hilfe der Oberflächenspannung der Lösung innerhalb des Loops. Der Kristall ist dann von Lösung umgeben innerhalb des Loops gefangen.
    Nachtrag 2007: Mittlerweile hat sich diese Methode durchgesetzt, da es den verschiedenen Gruppen gelungen ist hinreichend dicke Kristalle zu züchten. Somit lassen sich maschinell gefertigte Loops verwenden und auch der Einsatz von Robotern zum montieren und mesen der Kristalle lässt sich dadurch erwägen (Da geht dann wieder ein Stück der schönen alten Handarbeit flöten).

  3. Glasspatel, ein oder zwei (sehr dünne Quartz-) Glasplättchen werden an das Ende eines Glaspins geklebt. Dies geschieht alles in Handarbeit, auch das Schneiden der Glasplättchen. Um überhaupt halbwegs plane und gleichzeitig sehr dünne Glasplättchen zu bekommen, lässt man sich von einem Glasbläser eine extrem grosse, dünnwandige Kugel aufblasen - die man dann zerschlägt - vioila, tausende von Glasplättchen sind die Folge.
    Der Kristall wird entweder ähnlich wie mit dem Loop 'gefischt', nur daß er zwischen die beiden Glasplättchen kommen muß. Bei den sogenannten Senkrechtspateln (siehe Bild) wird er vorher in eine Pipette gesaugt und dann langsam zwischen die Glasplättchen abgelassen.
    Hört sich einfach an, aber Anfänger brauchen locker mal 30min. für einen Kristall. Später geht es dann deutlich schneller.
    Vorteilhaft ist diese Methode gerade für sehr dünne Kristalle, die sich oftmals durch die Oberflächenspannung der Lösung im Loop biegen.
    Ein weiterer Vorteil bietet sich, wenn der Kristall durch seine schmale Seite hindurch bestrahlt/gemessen werden soll, dann sorgt das Material des Loops für starke Fehler durch Absorbtion (einen Fehler in der Messung erhält man natürlich auch durch die Glasplättchen, aber diese lassen sich zumeist vernachlässigen).
    Schließlich haben (nicht nur) wir in letzter Zeit festgestellt, daß die Loops bei zu starkem Stickstoff-Kühlstrom anfangen leicht zu vibrieren, was bei Glasspateln nicht der Fall ist.

    Senkrechtspatel, mit H50S Kristall

    Flachspatel mit T30S Kristall

    Fotos: MPG-AGRS Archiv, Hamburg


Ist der Kristall im Probenhalter, wird er entweder direkt am Meßplatz montiert und dabei im Stickstoffkühlstrom (ca. -180GradC) schockgefroren oder z.B. in flüßiges Propan getaucht und kann dann, nachdem das Propan (bei flüssig Stickstofftemperatur) gefroren ist, für Tage, Wochen oder sogar Jahre (was wenig Sinn macht, denn man möchte ja möglichst schnell an Daten kommen) in Behältern (Dewars) mit flüssigem Stickstoff aufbewahrt werden.

unser Vessel

Der Probenhalter wird am Meßplatz montiert und der Kristall so orientiert, daß ihn der Röntgenstrahl, wie gewünscht, trifft (was allerdings nicht immer so einfach ist).

Links ein Beispiel für die lokale Anordnung des Experiments.
Unten: Dann müßen nur noch die richtigen Knöpfe gedrückt und die gewünschten Lichter angehen.
Belichtung und Auslesen des Detektors wird mit einem, je nach Synchrotron-Meßplatz unterschiedlichem, Programm durchgeführt.
Durch Drücken des falschen Knopfes gehen die Lichter aus und man kann sich hier, schneller als irgendwo anders, viele Freunde machen.
Blick von oben auf einige Meßplätze ('hutches') am ESRF in Grenoble/Fr

^top^

3b: Strahlenschädigung, Kryokühlung


Röntgendiffraktionsbild eines
Ribosomenkristalles
Wurden die Kristalle in den Anfängen noch bei Raumtemperatur gemessen (man kannte es von den anorganischen Kristallen nicht anders), so ergaben sich nur durch die zur Orientierung nötigen Belichtungen schon derart heftige Strahlenschädigungen, daß von sinnvoller Datennahme keine Rede sein konnte.

So wurden die Kristalle in einem Stickstoff-Kaltgas-Strom gemessen. Dieser wird erzeugt, indem ein Heizelement flüssigen Stickstoff zum Verdampfen bringt und dieses Gas, mit ca. -180GradC den Kristall erreicht und dort die Strahlenschädigungseffekte auf ein Minimum reduziert.
Damit gelang es z.B. am DORIS Speicherring (DESY, Hamburg/Ger) von einen Kristall über einen Zeitraum von mehr als 6 Tagen Daten ohne erkennbare Zerfallsmerkmale zu sammeln. Zu dieser Zeit dauerte die Sammlung eines vollständigen Datensatzes von Ribosomenkristallen ein bis mehrere Tage.
Mit Aufkommen der Synchrotrons der 3. Generation (z.B. ESRF/Fr oder APS/USA) und damit deutlich stärkerer Röntgenstrahlung begannen die Ribosomenkristalle nun auch bei Stickstoffkühlung Strahlenschädigung zu zeigen (siehe Beispiel unten).
An manchen Meßplätzen ist es sogar möglich die geschädigten, also bereits bestrahlten, Stellen des Kristalles zu sehen (siehe links die schwarze Bereiche).
Rechts oben: Ausschnitt eines Diffraktionsbildes im Bereich von ca. 3.4-5A Auflösung.
Darunter: Der gleiche Bereich nach der Sammlung eines Teildatensatzes, trotz Kryokühlung.
Die Folge dieser Strahlenschädigung ist auch hier wieder die Messung mehrere Kristalle um einen möglichst vollständigen Datensatz zu erhalten.
Ein wenig wird dieser Nachteil allerdings durch die deutlich kürzeren Belichtungszeiten aufgewogen. So kann man mit etwas Glück (=genügend Kristalle von optimaler Qualität) an einem Tag sogar mehrere vollständige Datensätze sammeln (man hat aber leider selten so viel Glück).

Versuche mit Heliumkühlung ergaben bisher keine sinnvolle Verbesserung der Strahlenschädigung.

Nachtrag 2008:
Auch hier hat sich viel getan, momentan wird viel mit dem sogenannten 'fine-slicing' gearbeitet. Dabei wir der Kristall nur um 0.01° Pro Bild rotiert, das hält die Dosis pro Aufnahme gering und führt oftmals zu weniger Zerfall auch an den stärksetn Messplätzen (wobei der Strahl dazu noch abgeschwächt werden muss). Diese Methode lässt sich allerdings nur sinnvoll mit Detektoren der neuesten Generation durchführen, da sich bei mindestens 900 Aufnahmen (für 90°) mit einer Auslesezeit von nur 10sec pro Bild schon 2,5 Std. reine Aufnahmezeit ergeben (mit dem Pilatus Detektor am SLS in der Schweiz reicht die Zeit im Prinzip gerade mal um in aller Ruhe einen Kaffe zu trinken).

^top^

3c: Daten und Phasenproblem

Das fundamentale Problem der Protein-Kristallografie nennt sich Phasenproblem. Experimentell messen kann man in der Regel nur die Reflex-Intensitäten, aber das ist nur die halbe Wahrheit, da zu jedem gestreuten Röntgenstrahl auch eine Phase gehört, die leider verloren geht. Um eine Elektronendichte (das ist nämlich genau, was gemessen wird, die Verteilung der Elektronenwolken im Kristall) mittels Fourier-Transformation zu berechnen so benötigt man aber beide Informationen: Intensitäten (oder Amplituden) und Phasen. Also muss man die Phasen auf anderem Wege ermitteln, und dafür gibt es 3 grundlegende Methoden:
  1. Zum einen ist dies der Molekulare Ersatz (molecular replacement). In diesem Falle verfügt man bereits über ein Modell, dass eine grosse Ähnlichkeit mit der untersuchten Struktur aufweist. Die Berechnung der Phasen (inverse Fourier-Transformation) aus dem ähnlichen Modell ist in der Regel ausreichend um die Abweichungen zu modellieren.

  2. Dann gibt es die direkten Methoden (ab initio phasing). Diese machen sich Relationen zwischen verschiedenen Reflexen zunutze um sich Münchausen artig aus dem Sumpf zu ziehen. Das funktiniert aber leider nicht für grosse Strukturen wie das Ribosom.

  3. Schliesslich gibt es noch den isomorphen Ersatz, der darauf basiert, dass zwei (oder mehrere) Kristalle gemessen werden, die sich durch inkorporation von Schweratomen unterscheiden. Die Schweratome definieren quasi eine Referenzwelle, die als Bezugspunkt für die Phasenberechnung dienen. So reichen dann die Differenzen der Strukturen - also im Prinzip die Substruktur, die nur die Schweratome enthält - aus, um sich die Phasen der ganzen Struktur zu errrechnen.
    3b. Eine Ergänzung oder Alternative ist die anomale Streuung, die darauf basiert, dass an die Nähe einer Absorptionskante eines Atoms, das in der Struktur vorhanden ist, der Streuung eine imaginäre Komponente hinzugefügt wird, so dass die Spiegel-Symmetrie (oder Friedel-Symmetrie) gebrochen wird. Als Folge findet man Differenzen zwischen diesen Spiegel-symmetrischen Reflexen, die genau auf dieselbe Weise verwendet werden können, wie im Falle des isomorphen Ersatzes.



Um die Struktur der 30S Untereinheit zu bestimmen mussten wir auf eine Kombination von isormorphem Ersatz und anomaler Streuung zurück greifen, ein homologes Modell war ja nicht vorhanden. Um sicher zu stellen, dass die Differenzen messbar waren (also zumindest grösser als der Messfehler), haben wir grosse, elektronendichte Schweratom-Komplexe wie W18 und Ta6Br12 verwendet. Das war ein Glücksfall, denn die W18 - Komplexe haben die Auflösung der Kristalle dramatisch verbessert. Konnten wir bis dahin nur eine Auflösung von 7-9Å erzielen, verbesserte sich durch die Verwendung von W18-Komplexen die Auflösung - und damit die Details, die man erkennen kann - auf bis zu 3Å.



Schweratom Cluster:
W18 und Ta6Br122-
Dummerweise waren damit die Kristalle mit und ohne W18 nicht mehr isomporph, die Differenzen praktisch nutzlos. Glücklicherweise lassen sich einige der W18-Komplexe wieder aus den Kristallen heraus waschen, so dass wir die Differenzen doch noch verwenden konnten um die Positionen der W18-Komplexe im Kristall zu ermitteln (z.B. im Differenz-Patterson rechts), und damit die Phasenberechnung beginnen konnten. Obwohl man eigentlich angenommen hatte, dass die grossen Komplexe nur zur Phasierung bei niedriger Auflösung taugen (irgendwann kommen destruktive Interferenzen zum Tragen, die die Differenzen zu klein werden lassen um genaue Phasen damit zu ermitteln), konnten wir die Struktur bis zu einer Auflösung von 3Å bestimmen, allein basierend auf den isomorphen und anomalen Differenzen der W18-Komplexe, ein hartes Stück Arbeit und viele kurze Nächte.

Dennoch braucht man aber deswegen nicht gleich Physik zu studieren, denn zum Glück werden alle diese Berechnungen heutzutage von verschiedenen Programmen durchgeführt, deutlich schneller als noch vor 5 Jahren.
In vielen Fällen braucht man nicht einmal diese Programme studieren um zum ersten Strukturentwurf zu kommen.

Leider ist es bei Ribosomenkristallen nicht ganz so einfach. Nach der Schwerstarbeit der ersten Strukturen konnte man neuere Komplexe dieser Strukturen aber nach der Methode des Molekularen Ersatzes (siehe 1.) berechnen.


Interessanterweise binden die Wolfram-Cluster (W18) fast ausschließlich an den ribosomalen Proteinen (nur eine mögliche Bindunsstelle an der RNA konnten wir finden).
Dabei werden oftmals die flexiblen 'Arme' verschiedener Proteine zur Bindung mit einbezogen (bei S2, S11, S18...). Das wiederum liegt den Schluß nahe, daß diese langen, unstrukturierten Arme bei der Bindung von Faktoren (IF1-3) oder tRNA, mRNA oder großen Untereinheit eine wichtige Rolle spielen.

In unserem Fall hat das aber vor allem zur Stabilisierung der Struktur und damit der Verbesserung der Auflösung geführt - siehe oben ...


Links: S18 (gelb=unseres, blau=Cambridge) mit einem gebundenen W18. Die 'Arme' binden anders und deutlich weniger flexibel (d.h. man kann längere Stücke erkennen.)

^top^

4. Elektronendichte, Modellierung

Hat man letztendlich die Strukturfaktor-Beträge und eine möglist gute Annäherung an deren reale Phasen, kann man beginnen ein Modell der atomaren Struktur in die berechnete Elektronendichte einzupassen.
Rechts: Ein Beispiel dafür, wie wichtig die richtige Wahl der Parameter bei der Phasierung ist (Bild von Dr. Marco Glühmann).
Auch der Laie kann erkennen, daß die Modellierung der linken Dichte garantiert leichter fällt alls bei den beiden Anderen.

Es gibt mittlerweile auch gut funktionierende Programme die anhand der Aminosäure-Sequenz der Proteine, diese automatisch in die Elektronendichte einpassen. Allerdings hängen die Erfolgsaussichten stark von der Qualität der Dichte, der Auflösung und der Größe der zu modellierenden Struktur ab.

Ribosomale Multi-Protein-RNA Riesenmoleküle lassen sich bisher leider nur in 'Handarbeit' lösen.
Zuerst einmal werden alle Informationen zusammengesucht, die auch nur irgendeine Aussage über die Struktur treffen:

  • Crosslink Daten, d.h. welche Proteine liegen dicht beieinander oder bei welchen Teilen der RNA usw.
  • Biochemische Information über bestimmte funktionen des ribosomalen Partikels und beteiligten Substrukturen.
  • Infomationen über homologe Strukturen, die bereits als atomare Modelle vorliegen wie z.B.:
    • Strukturen ribosomaler Proteine in ungebundener Konformation
    • typische RNA-Motive
  • Kontaktbereiche zur anderen Untereinheit
  • zwei- oder dreidimensionale Vorhersagen der Proteinstruktur

usw.
Dann kommt es auf die Qualität und Auflösung der Elektronendichte an. Hat man eine Auflösung von 3A oder höher, in guter Qualität, dann kann man relativ einfach RNA- und Protein-Dichte unterscheiden.
Man kann mit den RNA-Helix Bereichen anfangen, die Länge der modellierten Helices bestimmen, eventuell die mono-Strang RNA Verbinungen und Enden (Loops) modellieren soweit dies möglich ist. Parallel dazu versuchen die einzelnen Teile der zweidimensionalen Strukturvorhersage der RNA zuzuordnen.

Da mit Sicherheit nicht nur eine Person an dem Projekt arbeitet kann man parallel zur RNA die Protein-Dichte modellieren, den Anfang bilden auch hier die größeren Teile, also alpha-Helices. Dann vielleicht beta-Stränge oder die beta-'sheets', Kombinationen von mehreren beta-Strängen. Hat man dieses, lassen sich schon anhand der Strukturellen Bestandteile viele Proteine den einzelnen Dichtebereichen zuordnen. Mit Wissen der Sequenz oder noch einfacher, mit einer homologen, bekannten Struktur lassen sich dann die fehlenden Teile noch einfacher Modellieren.

Irgendwann ist dann die Struktur soweit gediehn, dass man mehr möchte als das große Puzzle beenden.

Ist man in der unglücklichen Situation eine weniger starke Auflösung und Elektronendichte von geringerer Qualität zu haben (wie es bei unserem 30S anfangs der Fall war), dann ist die Puzzlearbeit weitaus schwieriger.

Sicherlich fingen auch wir mit den typischen RNA-Helix Teilen an, und auch die alpha- Helizes einiger Proteine waren schnell zu modellieren. Dann aber gerät man ein wenig ins Stocken, denn auch wenn das Teilmodell mit zur Verbesserung der Elektronendichte beiträgt, wesentliche Bestandteile sind mehr als unklar. Viele Verbindungen zwischen Helizes werden mehr geraten als modelliert, vor allem Kombinationsgabe und Puzzlewütigkeit ist dann gefragt. Alle externe Information mit dem Teilmodell kombinieren und versuchen Schritt für Schritt die Teile zuzuordnen und zu verbinden.

Das Gefühl, nach tage- oder wochenlanger Grübelei endlich die Lösung zu haben ist unbeschreiblich. ('da geht mir ein Licht auf')

Das 'finetuning' ist bei dieser Auflösung ungleich schwieriger, sind doch die Details der Proteinstruktur nur schwerlich oder gar nicht zu erkennen. Meist gibt man sich mit der Ca-Kette, dem sog. Rückrat der Aminosäurekette zufrieden. Die wenigen Details (Seitenketten) nutzen lediglich zur Modellierung der richtigen Sequenz.

Links: Ein Beispiel für eine RNA-Helix. Die berechnete Elektronendichte beinhaltet das Modell (gelb) der atomaren Struktur. Viele Details, z.B. einzelne Basen sind noch nicht zu sehen.
Rechts: Ein Beispiel für ein Protein-Loop. Bei ca. 3A lassen sich bereits die meisten Seitenketten der Aminosäuren erkennen und teilweise auch modellieren.

^top^

5. Endlich, die Struktur

Dafür müssen die Proteine als Kristall vorliegen, dessen regelmässig angeordnete Gitter-bausteine (eben diese Proteine) das Licht in charakteristischer Weise beugen (Formeln, Formeln, Formeln). Aus den Beugungsmustern kann man dann im Prinzip schließen, wie die einzelnen Atome im Molekül angeordnet sind (klingt das einfach).
So oder so, am Ende steht die Struktur. Vielleicht mit noch mit ein paar kleinen Fehlern behaftet (je nach Auflösung), aber garantiert ist eines: Sie ist SCHÖN.

Nun muß man nur noch schneller publizieren als die Konkurrenz (falls es denn welche gibt).

Ist die Hauptarbeit getan, treten oftmals die Trittbrettfahrer auf den Plan und versuchen die größten Stücke vom Kuchen abzubekommen, und so ist die eigentliche Schönheit der Struktur nur von kurzer Dauer.

Wissenschaft ist leider nicht nur Spaß sondern oftmals auch reine Politik.

Und dann ?

Hat man die Struktur kann man über Funktion(-en) sinnieren, versuchen Faktoren oder Antibiotika zu binden. .... Dann gibt es ja noch weitere Untereinheiten oder einfach eine andere Bakterienart und und und .... das kann so weiter gehen bis einem der Geldhahn abgedreht wird, der/die Chef/in in Rente geht, einem die Ideen ausgehen, der Nobelpreis vorbeischaut (obwohl das einen höchstens nur zeitlich hindern sollte weiterzumachen) oder das Herz nach 'Zuhause' ruft ...
^top^